课件：第八章受体的放射配体结合分析技术.pptVIP

（3）新药设计和药物筛选 利用放射配基结合分析法筛选药物，简单、快速、结果可靠、所需样品量少。观察到某一药物对某一受体有亲和力将表明该药可能具有药理作用；如对多种受体或亚型都有一定亲和力，则表明药物专一性不高，可能出现副作用。 此法缺点是不能反映药代动力学和药物到达受体部位等一系列生理生化过程。亲和力试验也不能完全鉴别激动剂和拮抗剂。因此，受体结合分析应该伴随动物和生物鉴定等工作。 （4）测定组织或血液中药物的浓度 放射配基结合法可定量地测定生物样品中内源性物质和药物浓度。先作一已知不同浓度药物抑制放射配基与受体特异性结合的标准曲线，然后测定未知样品（组织或血样提取物）抑制该放射配基与受体特异性结合的百分率，从标准曲线即可查出未知样品中所含药物的量。 该法具有特异性强、灵敏度高和快速简便等特点。 后面内容直接删除就行 资料可以编辑修改使用 资料可以编辑修改使用 资料仅供参考，实际情况实际分析 * * ②检测标记配基的放射性纯度。 常规结合实验只有大约10%的标记配基与组织受体结合，因此放化纯度应在90%以上。最常用的纯度检查是薄层层析，有时也可用核磁共振检查配基分子结构的细微改变。经过纯化后的样品，在使用前还应该作放射性浓度测定。 ③样品的贮存。样品应放在密封避光瓶中，必要时加入抗氧化剂低温保存。 ④监测标记配基是否变质。 在结合实验中，最好先检查标记配基是否发生改变。其办法是将配基与相应的膜受体制剂温育，在反应终止时，抽提结合在组织受体上的放射性物质，用TLC法分析纯度，其Rf值在保存期间应该保持一致。 （2）受体组织 建立受体结合实验时， 首先，应该充分考虑选用合适的生物组织，该组织应含有对特定配基有生物学反应的受体。 在一定条件下，受体的结合量与受体组织浓度呈线性关系。就多数配基来说，专一结合与受体的浓度呈直线关系。随着受体组织浓度的继续增加，专一结合出现下降趋势，表明温育时，标记配基有被组织分解的可能性，或者是组织内存在着内源性配基。 这种内源性配基对标记配基，起着干扰作用。就很多受体来说，另一个可能性是标记配基的亲和力的下降等于或超过结合部位数目的增加，这时组织量结合效应曲线可能向下曲折。为了得到更精确并可重复的结合数据，正式实验应该选用线性范围内的组织浓度。 其次，还应该确定专一结合是否限于已知含有这些受体的组织或器官。 例如，所研究的受体，已知只存在于中枢神经系统，则专一结合就不应该在其他器官，如肺、肾、心、肠等内出现。 受体制剂的制备方法很重要。 多数神经递质的受体结合实验，采用洗过的脑组织匀浆。 一般先用匀浆器或超声波粉碎器，以50~100倍容积的的非等渗缓冲液或蒸馏水将脑制成匀浆，然后离心，将沉淀物捣碎，再用上述溶液洗涤一次以上，除去可能存在的内源性物质，以避免对专一受体干扰。 （3）温育条件 ① 缓冲液。 对神经递质受体结合实验最适宜的缓冲液是经过反复实验后确定的，包括最适宜的浓度与pH。 常用的无机缓冲液是Na+-K+磷酸溶液，有机缓冲液是Tris溶液。 为了研究离子对受体结合过程的影响，可以采用不含无机离子的缓冲液。如钠离子可以改变阿片受体的反应性，降低受体与激动剂的亲和力，但不改变拮抗剂的作用强度。同样，硫氰酸盐和碘盐，可增加拮抗抑制脑受体结合3H-GABA的强度，但不影响激动剂的活性。 几乎所有受体结合实验的最适pH都在7~8，除总结合外，结合部位的专一性也随pH而变化，所以，最适pH确定后，最好保持不变。 ② 时间与温度。受体配基相互作用与酶-底物间的反应相似，所以受体结合数据的数学处理基本上与酶化学研究相同。可以基本假定，即结合反应为“稳定态”，因此，结合实验必须在平衡条件下进行。早期结合实验往往温育不同时间，然后终止反应，从而观察到一个动态过程。 在有些情况下平衡几乎立刻达到，而有些受体结合实验竟需要60分钟或更长时间才能达到平衡。在受体结合实验中，达到平衡是指专一结合达到最高值所需的时间，这一时间为受华表结合反应的反应速度常数和解离速度常数的函数。在平衡时，这两种速度常数相等。由此可见，任何影响受体对配基亲和力的因素和处理都能影响达到平衡的时间。遇到这种情况，应该在进行动力学分析前，先确定足以达到平衡所需的温育时间。 既然受体与配基的结合速度和解离速度取决于温度，这就不难想象，配基结合的量和达到平衡时所需要的时间将受温度的影响。当最适温度确定后，就不宜随便更改。多数结合实验是在4℃和37℃进行。为了得到精确度、重复性好的数据，应该在同一温度或低于温育时（常常为4℃）的温度终止结合反应。因为，如果结合反应在4℃，终止结合却在室温，则络合物的结合和解离的速